pemeriksaan asam cuka metode alkalimetri

A.    ASAM CUKA

a.       Asam asetat, asam etanoat atau asam cuka adalah senyawa kimia asam organik yang dikenal sebagai pemberi rasa asam dan aroma dalam makanan. Asam cuka memiliki rumus empiris C₂H₄O₂. Rumus ini seringkali ditulis dalam bentuk CH₃-COOH, CH₃COOH, atau CH₃CO₂H. Asam asetat murni (disebut asam asetat glasial) adalah cairan higroskopis tak berwarna, dan memiliki titik beku 16.7°C.

Asam asetat merupakan salah satu asam karboksilat paling sederhana, setelah asam format. Larutan asam asetat dalam air merupakan sebuah asam lemah, artinya hanya terdisosiasi sebagian menjadi ion H⁺ dan CH₃COO^-. Asam asetat merupakan pereaksi kimia dan bahan baku industri yang penting. Asam asetat digunakan dalam produksi polimer seperti polietilena tereftalat, selulosa asetat, dan polivinil asetat, maupun berbagai macam serat dan kain. Dalam industri makanan, asam asetat digunakan sebagai pengatur keasaman. Di rumah tangga, asam asetat encer juga sering digunakan sebagai pelunak air. Dalam setahun, kebutuhan dunia akan asam asetat mencapai 6,5 juta ton per tahun. 1.5 juta ton per tahun diperoleh dari hasil daur ulang, sisanya diperoleh dari industri petrokimia maupun dari sumber hayati.

b.      Penamaan

Asam asetat merupakan nama trivial atau nama dagang dari senyawa ini, dan merupakan nama yang paling dianjurkan oleh IUPAC. Nama ini berasal dari kata Latin acetum, yang berarti cuka. Nama sistematis dari senyawa ini adalah asam etanoat. Asam asetat glasial merupakan nama trivial yang merujuk pada asam asetat yang tidak bercampur air. Disebut demikian karena asam asetat bebas-air membentuk kristal mirip es pada 16.7 °C, sedikit di bawah suhu ruang.

Singkatan yang paling sering digunakan, dan merupakat singkatan resmi bagi asam asetat adalah AcOH atau HOAc dimana Ac berarti gugus asetil, CH₃−C(=O)−. Pada konteks asam-basa, asam asetat juga sering disingkat HAc, meskipun banyak yang menganggap singkatan ini tidak benar. Ac juga tidak boleh disalahartikan dengan lambang unsur Aktinium (Ac).

c.       Sejarah

Cuka telah dikenal manusia sejak dahulu kala. Cuka dihasilkan oleh berbagai bakteria penghasil asam asetat, dan asam asetat merupakan hasil samping dari pembuatan bir atau anggur.

Penggunaan asam asetat sebagai pereaksi kimia juga sudah dimulai sejak lama. Pada abat ke-3 Sebelum Masehi, Filsuf Yunani kuno Theophrastos menjelaskan bahwa cuka bereaksi dengan logam-logam membentuk berbagai zat warna, misalnya timbal putih (timbal karbonat), dan verdigris, yaitu suatu zat hijau campuran dari garam-garam tembaga dan mengandung tembaga (II) asetat. Bangsa Romawi menghasilkan sapa, sebuah sirup yang amat manis, dengan mendidihkan anggur yang sudah asam. Sapa mengandung timbal asetat, suatu zat manis yang disebut juga gula timbal dan gula Saturnus. Akhirnya hal ini berlanjut kepada peracunan dengan timbal yang dilakukan oleh para pejabat Romawi.

Pada abad ke-8, ilmuwan Persia Jabir ibn Hayyan menghasilkan asam asetat pekat dari cuka melalui distilasi. Pada masa renaisans, asam asetat glasial dihasilkan dari distilasi kering logam asetat. Pada abad ke-16 ahli alkimia Jerman Andreas Libavius menjelaskan prosedur tersebut, dan membandingkan asam asetat glasial yang dihasilkan terhadap cuka. Ternyata asam asetat glasial memiliki banyak perbedaan sifat dengan larutan asam asetat dalam air, sehingga banyak ahli kimia yang mempercayai bahwa keduanya sebenarnya adalah dua zat yang berbeda. Ahli kimia Prancis Pierre Adet akhirnya membuktikan bahwa kedua zat ini sebenarnya sama.

Pada 1847 kimiawan Jerman Hermann Kolbe mensintesis asam asetat dari zat anorganik untuk pertama kalinya. Reaksi kimia yang dilakukan adalah klorinasi karbon disulfida menjadi karbon tetraklorida, diikuti dengan pirolisis menjadi tetrakloroetilena dan klorinasi dalam air menjadi asam trikloroasetat, dan akhirnya reduksi melalui elektrolisis menjadi asam asetat.

Sejak 1910 kebanyakan asam asetat dihasilkan dari cairan piroligneous yang diperoleh dari distilasi kayu. Cairan ini direaksikan dengan kalsium hidroksida menghasilkan kalsium asetat yang kemudian diasamkan dengan asam sulfat menghasilkan asam asetat.

d.      Sifat-sifat kimia

Keasaman

Atom hidrogen (H) pada gugus karboksil (−COOH) dalam asam karboksilat seperti asam asetat dapat dilepaskan sebagai ion H+ (proton), sehingga memberikan sifat asam. Asam asetat adalah asam lemah monoprotik dengan nilai pKa=4.8. Basa konjugasinya adalah asetat (CH₃COO⁻). Sebuah larutan 1.0 M asam asetat (kira-kira sama dengan konsentrasi pada cuka rumah) memiliki pH sekitar 2.4.
Dimer siklis

Struktur kristal asam asetat menunjukkan bahwa molekul-molekul asam asetat berpasangan membentuk dimer yang dihubungkan oleh ikatan hidrogen. Dimer juga dapat dideteksi pada uap bersuhu 120 °C. Dimer juga terjadi pada larutan encer di dalam pelarut tak-berikatan-hidrogen, dan kadang-kadang pada cairan asam asetat murni. Dimer dirusak dengan adanya pelarut berikatan hidrogen (misalnya air). Entalpi disosiasi dimer tersebut diperkirakan 65.0–66.0 kJ/mol, entropi disosiasi sekitar 154–157 J mol^–1 K^–1.^[5] Sifat dimerisasi ini juga dimiliki oleh asam karboksilat sederhana lainnya.

Sebagai Pelarut

Asam asetat cair adalah pelarut protik hidrofilik (polar), mirip seperti air dan etanol. Asam asetat memiliki konstanta dielektrik yang sedang yaitu 6.2, sehingga ia bisa melarutkan baik senyawa polar seperi garam anorganik dan gula maupun senyawa non-polar seperti minyak dan unsur-unsur seperti sulfur dan iodin. Asam asetat bercambur dengan mudah dengan pelarut polar atau nonpolar lainnya seperti air, kloroform dan heksana. Sifat kelarutan dan kemudahan bercampur dari asam asetat ini membuatnya digunakan secara luas dalam industri kimia.

Reaksi-reaksi kimia

Asam asetat bersifat korosif terhadap banyak logam seperti besi, magnesium, dan seng, membentuk gas hidrogen dan garam-garam asetat (disebut logam asetat). Logam asetat juga dapat diperoleh dengan reaksi asam asetat dengan suatu basa yang cocok. Contoh yang terkenal adalah reaksi soda kue (Natrium bikarbonat) bereaksi dengan cuka. Hapir semua garam asetat larut dengan baik dalam air. Salah satu pengecualian adalah kromium (II) asetat. Contoh reaksi pembentukan garam asetat:

Mg(s) + 2 CH₃COOH(aq) → (CH₃COO)₂Mg(aq) + H₂(g)

NaHCO₃(s) + CH₃COOH(aq) → CH₃COONa(aq) + CO₂(g) + H₂O(l)

Aluminium merupakan logam yang tahan terhadap korosi karena dapat membentuk lapisan aluminium oksida yang melindungi permukaannya. Karena itu, biasanya asam asetat diangkut dengan tangki-tangki aluminium.

Asam asetat mengalami reaksi-reaksi asam karboksilat, misalnya menghasilkan garam asetat bila bereaksi dengan alkali, menghasilkan logam etanoat bila bereaksi dengan logam, dan menghasilkan logam etanoat, air dan karbondioksida bila bereaksi dengan garam karbonat atau bikarbonat. Reaksi organik yang paling terkenal dari asam asetat adalah pembentukan etanol melalui reduksi, pembentukan turunan asam karboksilat seperti asetil klorida atau anhidrida asetat melalui substitusi nukleofilik. Anhidrida asetat dibentuk melalui kondensasi dua molekul asam asetat. Ester dari asam asetat dapat diperoleh melalui reaksi esterifikasi Fischer, dan juga pembentukan amida. Pada suhu 440 °C, asam asetat terurai menjadi metana dan karbon dioksida, atau ketena dan air.

Deteksi

Asam asetat dapat dikenali dengan baunya yang khas. Selain itu, garam-garam dari asam asetat bereaksi dengan larutan besi(III) klorida, yang menghasilkan warna merah pekat yang hilang bila larutan diasamkan. Garam-garam asetat bila dipanaskan dengan arsenik trioksida (AsO3) membentuk kakodil oksida (AsO₃) membentuk kakodil oksida ((CH₃)₂As-O-As(CH₃)₂), yang mudah dikenali dengan baunya yang tidak menyenangkan.

Asam asetat diproduksi secara sintetis maupun secara alami melalui fermentasi bakteri. Sekarang hanya 10% dari produksi asam asetat dihasilkan melalui jalur alami, namun kebanyakan hukum yang mengatur bahwa asam asetat yang terdapat dalam cuka haruslah berasal dari proses biologis. Dari asam asetat yang diproduksi oleh industri kimia, 75% diantaranya diproduksi melalui karbonilasi metanol. Sisanya dihasilkan melalui metode-metode alternatif.

Produksi total asam asetat dunia diperkirakan 5 Mt/a (juta ton per tahun), setengahnya diproduksi di Amerika Serikat. Eropa memproduksi sekitar 1 Mt/a dan terus menurun, sedangkan Jepang memproduksi sekitar 0.7 Mt/a. 1.51 Mt/a dihasilkan melalui daur ulang, sehingga total pasar asam asetat mencapai 6.51 Mt/a.Perusahan produser asam asetat terbesar adalah Celanese dan BP Chemicals. Produsen lainnya adalah Millenium Chemicals, Sterling Chemicals, Samsung, Eastman, dan Svensk Etanolkemi.

B.     TITRASI ASAM-BASA

Titrasi adalah penentuan konsentrasi suatu larutan (misal larutan A) berdasarkan reaksinya dengan larutan lain yang telah diketahui konsentrasinya (misal larutan B). Untuk mengetahui banyaknya volum larutan B yang tepat dapat bereaksi dengan larutan A (disebut titik ekivalen), maka digunakan indikator tertentu yang dapat menandai titik akhir titrasinya. Salah satunya indikator pp, yang ketika digunakan dapat menandai titik ekivalen ketika larutan berubah warna menjadi pink atau sebaliknya. Dengan titrasi dapat ditentukan konsentrasi dalam larutan analit yang dicari.

Asidimetri dan alkalimetri adalah salah satu cara analisis kuantitatif volumetrik berdasarkan reaksi asam-basa secara titrasi. Kedua analisis tersebut dibedakan pada larutan standar yang digunakan. Asidimetri merupakan penentuan konsentrasi / kadar suatu larutan basa dengan larutan standar yang digunakan asam, sebaliknya alkalimetri merupakan penentuan konsentrasi / kadar suatu larutan asam dengan larutan standar yang digunakan basa.

Titrasi asam asetat atau asam cuka (CH₃COOH) dengan larutan natrium hidroksida (NaOH) sebagai larutan standar akan menghasilkan garam CH₃COONa yang berasal dari sisa asam lemah dan basa kuat yang kemudian terhidrolisis.

Pada titrasi ini sebagian asam asetat (asam cuka) dan basanya akan tinggal dalam larutan. Saat titik ekivalen (titik akhir titrasi) terjadi, banyaknya asam asetat (asam cuka) dan NaOH bebas adalah sama, tetapi karena asam asetat termasuk elektrolit lemah maka ion H⁺ yang dibebaskan sangat sedikit, dan akan lebih banyak tinggal sebagai molekul CH₃COOH. Sedangkan basa bebasnya (NaOH) merupakan elektrolit kuat yang hampir terionisasi sempurna, membebaskan ion hidroksil (OH^-) dalam larutan. Hal ini mengakibatkan titrasi akan berakhir pada pH di atas 7.

Adanya asam dan basa yang bersifat kuat dan lemah menyebabkan garam yang dihasilkan dari reaksi netralisasi tidak selalu bersifat netral (pH » 7), tetapi tergantung pada sifat asal dari asam dan basa yang membentuk garam. Hanya garam yang berasal dari asam dan basa kuat yang dapat menghasilkan garam yang bersifat netral. Bila garam terbentuk dari asam kuat dan basa lemah, maka garam yang dihasilkan bersifat asam, dan sebaliknya (J. Basset, 1978 : 236-247).

B. INDIKATOR ASAM - BASA

Indikator asam basa adalah zat-zat warna yang warnanya bergantung pada pH larutan, atau zat yang dapat menunjukkan sifat asam, basa, dan netral. Sebagai contoh kertas lakmus merah atau biru, berwarna merah dalam larutan yang pHnya lebih kecil dari 5,5 dan berwarna biru dalam larutan yang pHnya lebih besar dari 8. Dalam larutan yang pHnya 5,5 sampai 8 warna lakmus adalah kombinasi warna merah dan biru. Batas-batas pH dimana indikator mengalami perubahan warna disebut trayek indikator. Jadi, trayek indikator lakmus adalah 5,5 – 8. Trayek dari berbagai indikator asam-basa yang lain ditunjukkan pada tabel berikut ini :

Tabel 1. Perubahan Warna dan Trayek pH dari Berbagai Indikator

Nama Indikator	Interval pH	Perubahan Warna
Metil ungu (mu)	0 – 2	Kuning – ungu
Metil kuning (mk)	1,0 – 2,3	Merah – kuning
Metil jingga (mj)	2,9 – 4,0	Merah – kuning
Metil merah (mm)	4,2 – 6,3	Merah – kuning
Brom timol biru	6,0 – 7,6	Kuning – biru
Timol biru	8,0 – 9,6	Kuning – biru
Phenolptialin (pp)	8,3 - 10	Tidak berwarna – dadu
Alizarin kuning G	10,1 – 12,0	Kuning - merah

Mengapa warna indikator itu tergantung pada pH larutannya ? Indikator asam-basa adalah asam atau basa organik yang lemah yang memiliki warna berbeda dalam bentuk molekul dan dalam bentuk terion. Sebagai contoh, phenol ptialin (pp) adalah suatu asam lemah yang dalam bentuk molekul tidak berwarna dan dalam bentuk terion berwarna merah.

Hind adalah untuk melambangkan molekul indikator, sedangkan Ind^- untuk ion indikator.  Pada penambahan asam, reaksi kesetimbangan di atas akan bergeser ke kiri dan warna akan memudar (menjadi tidak berwarna). Sebaliknya pada penambahan basa, reaksi kesetimbangan bergeser ke kanan dan warna akan makin merah.

Kekuatan asam atau basa dinyatakan dengan derajat keasaman, dilambangkan dengan pH. Asam yang makin kuat memiliki pH yang makin kecil, sedangkan basa yang makin kuat memiliki pH yang makin besar. Untuk mengukur besarnya pH suatu larutan secara tepat dipakai alat pH meter, tetapi bila pengukuran pH  tidak menuntut ketepatan yang tinggi dapat menggunakan indikator universal, atau kertas pH. Peralatan pengukur pH ini bekerja pada rentangan antara 1 – 14. Larutan netral memiliki pH 7, sedangkan larutan asam memiliki pH < 7 dan basa memiliki pH >7.

Berbagai macam indikator dapat digunakan sebagai penunjuk asam, basa, atau garam. Berikut ini satu-persatu akan diuraikan macam-macam indikator dengan berbagai kekhasannya.  

1. Kertas Lakmus

Ada 2 macam kertas lakmus, yaitu merah dan biru.  Kertas lakmus biru biasanya digunakan untuk menunjukkan asam, yaitu jika dicelupkan dalam larutan dan ternyata berubah menjadi warna merah, berarti larutan tersebut bersifat asam. Sebaliknya jika kertas lakmus merah dicelupkan ke dalam suatu larutan dan warna kertas berubah menjadi biru, berarti larutan tersebut bersifat basa. Jika kertas lakmus merah atau biru dicelupkan ke dalam suatu larutan dan ternyata kedua kertas tidak mengalami perubahan warna, berarti larutan tersebut bersifat netral.

Bila di sekolah tidak memiliki dua-duanya, maka salah satu yang dimiliki sudah cukup digunakan untuk mengidentifikasi sifat asam dan basa suatu larutan. Dengan kertas lakmus merah saja, kita dapat mengetahui larutan yang bersifat asam, yaitu bila warna tidak berubah, basa bila berubah menjadi biru. Namun untuk larutan yang bersifat netral agak sulit untuk menyimpulkannya, karena dengan kertas lakmus merah warnanya akan tetap, padahal untuk larutan asam juga demikian. Untuk mengetahui sifat netral diperlukan dua kertas lakmus (merah dan biru), dimana dengan keduanya larutan netral tidak dapat mengubah warnanya, artinya merah tetap merah dan biru tetap biru.

2. Larutan Indikator

   Beberapa contoh larutan indikator antara lain adalah fenolptalin (pp) yang memberikan warna pink dalam lingkungan basa dan tidak berwarna dalam lingkungan asam, dan metil orange (mo) yang memberikan warna merah dalam lingkungan asam dan kuning dalam lingkungan basa. Perubahan warna indikator ini terjadi dalam rentangan pH tertentu yang disebut trayek pH. Sebagai contoh, indikator pp memiliki trayek pH : 8,0 – 9,6, dan indikator mo memiliki trayek pH : 3,1 – 4,4 (Rubinson, Judith F & Rubinson, Kenneth A, 1998 : 229)

3. Indikator Universal

   Indikator ini dapat berupa kertas, tetapi ada juga yang berupa larutan, yang dapat menunjukkan harga jangkauan pH suatu larutan yang lebar. Jika kertas indikator ini dicelupkan ke dalam larutan akan memberikan warna tertentu yang kemudian dibandingkan dengan warna standar yang tertera dalam wadahnya untuk mengetahui pH larutan yang sebenarnya.

DAFTAR PUSTAKA

Conny Semiawan, dkk. (1986). Pendekatan Keterampilan Proses, Bagaimana Mengaktifkan Siswa dalam Belajar. Jakarta : Gramedia.

Day, Underwood. (1989). Analisis Kimia Kuantitatif. Jakarta : Gramedia

H. M. Hembing Wijayakusuma, dkk. (1993). Tanaman Berkhasiat Obat Di Indonesia. Jakarta : Pustaka Kartini.

J. Bassett. (1978). Vogel’s Textbook of Quantitative Inorganic Analysis. Great Britain : Longman Group.

Janice van Cleave. (1991). Gembira Bermain dengan Ilmu Kimia. Jakarta : Temprint.

Miller, JC & Miller, JN.(1991). Statistika untuk Kimia Analitik. Bandung : ITB

Rubinson, Judith F & Rubinson, Kenneth A. (1998). Contemporary Chemical Analysis. USA : Prentice-Hall Inc.

http://www.adipedia.com/2011/04/larutan-kimia-cuka-asam-asetat.html

bahan tambahan pangan benzoat dan salisilat

A.    Pengertian bahan tambahan makanan

Sejak zaman prasejarah, menusia telah menggunakan garam untuk mengawetkan ikan dan daging. Rempah – rempah sudah digunakan pada masa Mesopotamia Purba sebagai bumbu dan pengharum makanan. Peralihan masyarakat agraris menjadi masyarakat industri serta semakin meningkatnya proses urbanisasi telah meningkatkan penggunaan zat aditif pada makanan.
Pada zaman modern dewasa ini, kompetisi pemasaran menyebabkan kalangan industri memakai lebih banyak zat aditif agar produk makanan mereka lebih lezat dan lebih menarik. Disamping zat aditif yang memang perlu ditambahkan untuk meningkatkan nilai gizi makanan, biasanya lebih banyak lagi zat aditif yang tidak mengandung nilai gizi. Zat yang disebut terakhir ini meliputi zat pewarna, zat penyedap, zat pemanis, zat pengharum dan zat pengawet.
Adapun pengertian Bahan Tambahan Makanan menurut PERMENKES RI No. 722/MENKES/PER/IX/88 :
Bahantambahanmakanan adalah bahan yang biasanya tidak digunakan sebagai makanan dan biasanya bukan merupakan ingredien khas makanan, mempuyai atau tidak mempunyai nilai gizi, yang dengan sengaja ditambahkan ke dalam makanan untuk maksud teknologi (termasuk organoleptik) pada pembuatan, pengolahan, penyediaan, perlakuan, pewadahan, pembungkusan, penyimpanan atau pengangkutan makanan untuk menghasilkan atau diharapkan menghasilkan(langsung atau tidak langsung) suatu komponan yang mempengaruhi sifat khas makanan.
Pengertian Pengawet Menurut PERMENKES RI No.722/MENKES/PER/IX/88 :
Pengawet adalah bahan tambahan makanan yang mencegah atau menghambat fermentasi, pengasaman atau peruraian lain terhadap makanan yang disebabkan oleh mikroorganisme.
Bahan tambahan pangan yang dilarang digunakan dalam makanan menurut Permenkes RI No. 722/Menkes/Per/IX/88 dan No. 1168/ Menkes/Per/X/1999 sebagai berikut:
1. Natrium Tetraborat (Boraks)
2. Formalin (Formaldehyde)
3. Minyak nabati yang dibrominasi/brominated vegetable oil
4. Kloramfenikol (Chlorampenicol)
5. Kalium klorat (Potassium Chlorate)
6. Dietil pirokarbonat (Diethyl Pyrocarbonate, DEPC)
7. Nitrofurazon (Nitrofurazon)
8. P- phenetilkarbamida (P- phenethycarbamide, dulcin, 4- ethoxyphenyl uea)
9. Asam salisilat dan garamnya (Salicylic Acid and its salt)
Berdasarkan Permenkes No. 722/88 terdapat  jenis pengawet yang diizinkan untuk digunakan dalam makanan, antara lain ;
1 .asam benzoat,
2. asam propionat,
3. asam sorbat,
4. belerang dioksida,
5. etil p-hidroksi benzoat,
6. kalium benzoat,
7. kalium bisulfit,
8. kalium nitrat,
9. kalium nitrit,
10. kalium propionat,
11. kalium sorbat,
12. kalium sulfit,
13. kalsium benzoat,
14. kalsium propionat,
15. kalsium sorbat,
16. natrium benzoat,
17. metil p-hidroksi benzoat,
18. natrium bisulfit,
19. natrium metabisulfit,
20. natrium nitrat,
21. natrium nitrit,
22. natrium propionat,
23. natrium sulfit,
23. nisin,
24.propil -p- hidroksi benzoat.
Daftar pengawet yang aman beserta takaran maksimum yang digunakan :
1. Asam Benzoat : jumlah maksimum digunakan adalah = 1 g/kg
2. Natrium Benzoat : jumlah maksimum digunakan adalah = 1 g/kg
3. Belerang Oksida : jumlah maksimum digunakan adalah = 500 mg/kg
4. Asam Propionat : jumlah maksimum digunakan adalah = 2 g/kg (roti) dan 3 g/kg (keju olahan)

B.     Bahan tambahan makanan benzoat dan salisilat

Penambahan zat pengawet pada makanan bertujuan untuk menghambat pertumbuhan jamur atau bakteri serta untuk memperlambat oksidasi yang dapat merusak makanan. Makanan produk industri yang menggunakan minyak tumbuhan atau lemak hewan sangat perlu ditambahi zat pengawet.
Untuk mencegah pertumbuhan jamur dan bakteri, zat pengawet yang banyak dipakai adalah natrium benzoate. Zat itu aman dan tidak berbahaya. Adapun untuk memperlambat oksidasi, sering digunakan dua zat antioksidan yang disebut BHT (butyl hidroksi toluene) dan BHA (butyl hidroksi anisol)
Penelitian akhir – akhir ini menunjukkan bahwa pemakaian BHT sebagai zat pengawet mengandung keuntungan dan kejelekan. BHT dapat menyembuhkan tumor dan membuat awet muda. Akan tetapi, pemakaian BHT yang terlalu banyak juga dapat menimbulkan alergi.
Satu lagi zat yang dibolehkan dipakai sebagai pengawet adalah K-sorbat. Dimana kedua zat ini dapat menghambat pertumbuhan mikroorganisme. Pengawet yang paling aman adalah asam cuka (untuk acar) dan garam (untuk asinan ikan dan telur). Pengawet yang dilarang pemerintah adalah asam salisilat.
Asam Benzoat adalah bahan pengawet yang sering dipakai dalam pembuatan makanan. Penggunaan bahan pengawet ini cukup banyak mendominasi produk makanan. Bahan pengawet ini dicampurkan dalam suatu produk makanan dengan tujuan untuk mempertahankan bahan pangan dari serangan mikroba. Mikroba merupakan sel mikroorganisme seperti jamur, kapang, bakteri maupun kuman. Sel mikroorganisme ini dapat mempercepat pembusukan makanan. Akan tetapi, asam benzoate dapat mencegah atau menghentikan proses pertumbuhan bakteri dalam suatu produk makanan. Benzoay sebenarnya dapar ditemukan secara natural pada buah dan rempah, cengkeh, cinnamon, dan buah berry mengandung benzoat yang dapat mempertahankan daya tahan kesegarannya.

Asam salisilat digunakan agar sayuran & buah-buahan tetap segar. Asam salisilat bukanlah pestisida, melainkan sejenis antiseptik yang salah satu fungsinya untuk memperpanjang daya keawetan. Biasanya sayuran yang disemprot asam salisilat akan berpenampilan sangat mulus dan tak ada lubang bekas hama. PENGAWET lainnya yang diijinkan dengan batas maksimal yang harus dipatuhi: Asam benzoat, kalium benzoat, asam sorbat, kalium sorbat, natrium benzoat, natrium nitrat dan natrium nitrit dll. Semua ini dapat ditemukan pada saus tomat, sambal, kecap manis, acar dalam botol, margarin, buah kering, sirup, jam, jelli, keju olahan, sosis, burger, kornet dll.

Asam salisilat sering disebut aspirin. Pada aspirin ini adalah analgetik dan anti-inflamasi. Penelitian telah menunjukkan bahwa aspirin dapat mengurangi jumlah asam folat dalam darah, meskipun kepastian perubahan belum terbukti. Asam salisilat dilarang digunakan sebagai bahan pengawet makanan di Indonesia. Pasalnya, asam salisilat memiliki iritasi kuat ketika terhirup atau tertelan. Bahkan ketika ditambah air, asam salisilat tetap memberikan gangguan kesehatan pada tubuh karena dapat menyebabkan nyeri, mual, dan muntah jika tertelan.

C.     Pengertian kromatografi lapis tipis

Kromatografi digunakan untuk memisahkan substansi campuran menjadi komponen-komponennya. Seluruh bentuk kromatografi berkerja berdasarkan prinsip ini.

Semua kromatografi memiliki fase diam (dapat berupa padatan, atau kombinasi cairan-padatan) dan fase gerak (berupa cairan atau gas). Fase gerak mengalir melalui fase diam dan membawa komponen-komponen yang terdapat dalam campuran. Komponen-komponen yang berbeda bergerak pada laju yang berbeda. Kita akan membahasnya lebih lanjut.

Pelaksaanan kromatografi lapis tipis menggunakan sebuah lapis tipis silika atau alumina yang seragam pada sebuah lempeng gelas atau logam atau plastik yang keras.

Jel silika (atau alumina) merupakan fase diam. Fase diam untuk kromatografi lapis tipis seringkali juga mengandung substansi yang mana dapat berpendarflour dalam sinar ultra violet, alasannya akan dibahas selanjutnya. Fase gerak merupakan pelarut atau campuran pelarut yang sesuai.

Kromatogram

Sebuah garis menggunakan pinsil digambar dekat bagian bawah lempengan dan setetes pelarut dari campuran pewarna ditempatkan pada garis itu. Diberikan penandaan pada garis di lempengan untuk menunjukkan posisi awal dari tetesan. Jika ini dilakukan menggunakan tinta, pewarna dari tinta akan bergerak selayaknya kromatogram dibentuk.

Ketika bercak dari campuran itu mengering, lempengan ditempatkan dalam sebuah gelas kimia bertutup berisi pelarut dalam jumlah yang tidak terlalu banyak. Perlu diperhatikan bahwa batas pelarut berada di bawah garis dimana posisi bercak berada.

Alasan untuk menutup gelas kimia adalah untuk meyakinkan bawah kondisi dalam gelas kimia terjenuhkan oleh uap dari pelarut. Untuk mendapatkan kondisi ini, dalam gelas kimia biasanya ditempatkan beberapa kertas saring yang terbasahi oleh pelarut. Kondisi jenuh dalam gelas kimia dengan uap mencegah penguapan pelarut.

Karena pelarut bergerak lambat pada lempengan, komponen-komponen yang berbeda dari campuran pewarna akan bergerak pada kecepatan yang berbeda dan akan tampak sebagai perbedaan bercak warna.

Gambar menunjukkan lempengan setalah pelarut bergerak setengah dari lempengan.

Pelarut dapat mencapai sampai pada bagian atas dari lempengan. Ini akan memberikan pemisahan maksimal dari komponen-komponen yang berwarna untuk kombinasi tertentu dari pelarut dan fase diam.

Perhitungan nilai R_f

Jika ingin mengetahui bagaimana jumlah perbedaan warna yang telah terbentuk dari campuran, dapat berhenti pada bahasan sebelumnya. Namun, sering kali pengukuran diperoleh dari lempengan untuk memudahkan identifikasi senyawa-senyawa yang muncul. Pengukuran ini berdasarkan pada jarak yang ditempuh oleh pelarut dan jarak yang tempuh oleh bercak warna masing-masing.

Ketika pelarut mendekati bagian atas lempengan, lempengan dipindahkan dari gelas kimia dan posisi pelarut ditandai dengan sebuah garis, sebelum mengalami proses penguapan.

Pengukuran berlangsung sebagai berikut:

Nilai R_f untuk setiap warna dihitung dengan rumus sebagai berikut:

R_f=jarak yang ditempuh oleh komponen
jarak yang ditempuh oleh pelarut

Sebagai contoh, jika komponen berwarna merah bergerak dari 1.7 cm dari garis awal, sementara pelarut berjarak 5.0 cm, sehingga nilai R_f untuk komponen berwarna merah menjadi:

Jika dapat mengulang percobaan ini pada kondisi yang tepat sama, nilai R_f yang akan diperoleh untuk setiap warna akan selalu sama. Sebagai contoh, nilai R_f untuk warna merah selalu adalah 0.34. Namun, jika terdapat perubahan (suhu, komposisi pelarut dan sebagainya), nilai tersebut akan berubah.

Bagaimana halnya jika substansi yang ingin anda analisis tidak berwarna?

Ada dua cara untuk menyelesaikan analisis sampel yang tidak　berwarna.

Menggunakan pendarflour

Mungkin anda masih ingat apa yang telah saya sebutkan bahwa fase diam pada sebuah lempengan lapis tipis seringkali memiliki substansi yang ditambahkan kedalamnya, supaya menghasilkan pendaran flour ketika diberikan sinar ultraviolet (UV). Itu berarti jika anda menyinarkannya dengan sinar UV, akan berpendar.

Pendaran ini ditutupi pada posisi dimana bercak pada kromatogram berada, meskipun bercak-bercak itu tidak tampak berwarna jika dilihat dengan mata. Itu berarti bahwa jika anda menyinarkan sinar UV pada lempengan, akan timbul pendaran dari posisi yang berbeda dengan posisi bercak-bercak. Bercak tampak sebagai bidang kecil yang gelap.

Sementara UV tetap disinarkan pada lempengan, anda harus menandai posisi-posisi dari bercak-bercak dengan menggunakan pinsil dan melingkari daerah bercak-bercak itu. Seketika anda mematikan sinar UV, bercak-bercak tersebut tidak tampak kembali.

Penunjukkan bercak secara kimia

Dalam beberapa kasus, dimungkinkan untuk membuat bercak-bercak menjadi tampak dengan jalan mereaksikannya dengan zat kimia sehingga menghasilkan produk yang berwarna. Sebuah contoh yang baik adalah kromatogram yang dihasilkan dari campuran asam amino.

Kromatogram dapat dikeringkan dan disemprotkan dengan larutan ninhidrin. Ninhidrin bereaksi dengan asam amino menghasilkan senyawa-senyawa berwarna, umumnya coklat atau ungu.

Dalam metode lain, kromatogram dikeringkan kembali dan kemudian ditempatkan pada wadah bertutup (seperti gelas kimia dengan tutupan gelas arloji) bersama dengan kristal iodium.

Uap iodium dalam wadah dapat berekasi dengan bercak pada kromatogram, atau dapat dilekatkan lebih dekat pada bercak daripada lempengan. Substansi yang dianalisis tampak sebagai bercak-bercak kecoklatan.

Dalam metode lain, kromatogram dikeringkan kembali dan kemudian ditempatkan pada wadah bertutup (seperti gelas kimia dengan tutupan gelas arloji) bersama dengan kristal iodium.

Uap iodium dalam wadah dapat berekasi dengan bercak pada kromatogram, atau dapat dilekatkan lebih dekat pada bercak daripada lempengan. Substansi yang dianalisis tampak sebagai bercak-bercak kecoklatan.

Penggunaan kromatografi lapis tipis untuk mengidentifikasi senyawa-senyawa

Anggaplah mempunyai campuran asam amino dan ingin menemukan asam amino-asam amino tertentu yang terkandung didalam campuran tersebut. Untuk sederhananya, mari kira berasumsi bahwa anda mengetahui bahwa campuran hanya mungkin mengandung lima asam amino.

Setetes campuran ditempatkan pada garis dasar lempengan lapis tipis dan bercak-bercak kecil yang serupa dari asam amino yang telah diketahui juga ditempatkan pada disamping tetesan yang akan diidentifikasi. Lempengan lalu ditempatkan pada posisi berdiri dalam pelarut yang sesuai dan dibiarkan seperti sebelumnya. Dalam gambar, campuran adalah M dan asam amino yang telah diketahui ditandai 1-5.

Bagian kiri gambar menunjukkan lempengan setelah pelarut hampir　mencapai bagian atas dari lempengan. Bercak-bercak masih belum tampak. Gambar kedua menunjukkan apa yang terjadi setelah lempengan disemprotkan ninhidrin.

Tidak diperlukan menghitung nilai Rf karena anda dengan mudah dapat membandingkan bercak-bercak pada campuran dengan bercak dari asam amino yang telah diketahui melalui posisi dan warnanya.

Dalam contoh ini, campuran mengandung asam amino 1, 4 dan 5.

Bagaimana jika campuran mengandung lebih banyak asam amino daripada asam amino yang digunakan sebagai perbandingan? Ini memungkinkan adanya bercak-bercak dari campuran yang tidak sesuai dengan asam amino yang dijadikan perbandingan itu. Anda sebaiknya mengulangi eksperimen menggunakan asam amino lain sebagai perbandingan.

Bagaimana kromatografi lapis tipis berkerja?

Fase diam-jel silika

Jel silika adalah bentuk dari silikon dioksida (silika). Atom silikon dihubungkan oleh atom oksigen dalam struktur kovalen yang besar. Namun, pada permukaan jel silika, atom silikon berlekatan pada gugus -OH.

Jadi, pada permukaan jel silika terdapat ikatan Si-O-H selain Si-O-Si. Gambar ini menunjukkan bagian kecil dari permukaan silika.

Permukaan jel silika sangat polar dan karenanya gugus -OH dapat membentuk ikatan hidrogen dengan senyawa-senyawa yang sesuai disekitarnya, sebagaimana halnya gaya van der Waals dan atraksi dipol-dipol..

Fase diam lainnya yang biasa digunakan adalah alumina-aluminium oksida. Atom aluminium pada permukaan juga memiliki gugus -OH. Apa yang kita sebutkan tentang jel silika kemudian digunakan serupa untuk alumina.

Apa yang memisahkan senyawa-senyawa dalam kromatogram?

Ketika pelarut mulai membasahi lempengan, pelarut pertama akan melarutkan senyawa-senyawa dalam bercak yang telah ditempatkan pada garis dasar. Senyawa-senyawa akan cenderung bergerak pada lempengan kromatografi sebagaimana halnya pergerakan pelarut.

Bagaimana cepatnya senyawa-senyawa dibawa bergerak ke atas pada lempengan, tergantung pada:

• Bagaimana kelarutan senyawa dalam pelarut. Hal ini bergantung pada bagaimana besar atraksi antara molekul-molekul senyawa dengan pelarut.
• Bagaimana senyawa melekat pada fase diam, misalnya jel silika. Hal ini tergantung pada bagaimana besar atraksi antara senyawa dengan jel silika.

Anggaplah bercak awal mengandung dua senyawa, yang satu dapat membentuk ikatan hidrogen, dan yang lainnya hanya dapat mengambil　bagian interaksi van der Waals yang lemah.

Senyawa yang dapat membentuk ikatan hidrogen akan melekat pada jel silika lebih kuat dibanding senyawa lainnya. Kita mengatakan bahwa senyawa ini terjerap lebih kuat dari senyawa yang lainnya. Penjerapan merupakan pembentukan suatu ikatan dari satu substansi pada permukaan.

Penjerapan bersifat tidak permanen, terdapat pergerakan yang tetap dari molekul antara yang terjerap pada permukaan jel silika dan yang kembali pada larutan dalam pelarut.

Dengan jelas senyawa hanya dapat bergerak ke atas pada lempengan selama waktu terlarut dalam pelarut. Ketika senyawa dijerap pada jel silika-untuk sementara waktu proses penjerapan berhenti-dimana pelarut bergerak tanpa senyawa. Itu berarti bahwa semakin kuat senyawa dijerap, semakin kurang jarak yang ditempuh ke atas lempengan.

Daftar pustaka :

http://www.chem-is-try.org/materi_kimia/instrumen_analisis/kromatografi1/kromatografi_lapis_tipis/

http://nurfaisyah.web.id/bahan-tambahan-makanan-pengawet-dan-analisisnya-secara-kualitatif-dan-kuantitatif.html

http://ikatanmahasiswakimia.blogspot.com/2010_07_01_archive.html

pemeriksaan protein metode kjeldahl

Unsur-unsur yang menyusun protoplasma ataupun protein adalah C, H, O, N, P dan S.  Disamping enam unsur ini, masih ada empat belas unsur lain yang dinilai esensial. Kadar unsur-unsur hara mineral dalam tanaman, dipengaruhi oleh banyak faktor sehingga presentase kandungan dalam tanaman berbeda-beda (Leiwakabessy I.F. 2003)

Nitrogen merupakan unsur utama (salah satu) bagi tanaman dalam bentuk  dan . Untuk mengatasi kekurangan nitrogen, petani memupuk lading pertanian dengan pupuk N anorganik sehingga masalah baru sering timbul seperti rusaknya lingkungan akibat pencemaran dan masalah yang lain, sehingga penggunaan pupuk organik hayati banyak yang diproduksi

Bakteri-bkteri yang sering dipakai sebagai bahan campuran bio-organic fertilizer adalah bakteri atau mikrob yang mampu bersimbiosis dengan sel tanaman. Rhizobium sp adalah bakteri aerob yang berbentuk batang dengan ukuran 0.5-0.9 m, tidak membentuk spora dan tumbuh cepat. Rhizobium sp adalah bakteri penambat nitrogen yang hidup dalam tanah dan bersimbiosis dengan sel akar tanaman legume. Spesise ini dapat menambat nitrogen sebanyak 110 kg  lahan pertanian per tahun ( Handayanto, 2007)

Selain Rhizobium sp, mikrob penambat nitrogen yang lain adalah Azospirillum sp. bakteri ini hidup bebas dan tidak bersimbiosis dengan akar tanaman, mampu memperbaiki pertumbuhan akar tanaman, dan mengembalikan kesuburan tanah (Hastuti, dan Gunarto 1992). Djauli et al (1996) menyatakan tanggap klon ubi jalar terhadap inokulasi Azospirillum sp sangat beragam dan dipengaruhi oleh faktor lingkungan tumbuh dan jenis strain bakteri yang diinokulasikan. Azospirillum sp memiliki ciri seperti; temperatur minimum berkisar antara 36º C, yang utama adalah mampu menghasilkan hormon pertumbuhan tanaman (IAA, sitokinin, dan GA)

Phospor atau fosfor merupakan unsur esensial kedua setelah N yang berperan penting dalam proses pertumbuhan tanaman serta metabolism dalam proses pertumbuhan tanaman, dan proses mikrobiologi tanah. Fosfor dalam tanah 70%  berada dalam keadaan tidak terlarut (Forth, 1990). Ketersediaan P dalam tanah ternyata sangat tergantung pada aktivitas mikroorganisme tanah (Amarisi dan Oslen, 1973) seperti adanya aktivitas dari kelompok mikroorganisme pelarut fosfat (Rao, 1982). Mikrob pelarut fosfat merupakan mikrob non patogen, dan termasuk golongan mikrob pemicu pertumbuhan tanaman. Mikrob ini terbagi menjadi bakteri dan fungi yang menghasilkan vitamin dan fitohormon yang dapat memperbaiki pertumbuhan akar tanaman dan meningkatkan serapan hara (Glick, 1995).

Metode Kjeldahl atau Kjeldahl digestion dalam analisi kimia berarti sebuah metode yang dipakai dalam melihat nilai kuantitaif determinasi dari nitrogen yang dikembangkan oleh Jhon Kjeldahl pada tahun 1883. Cara Kjeldahl digunakan untuk menganalisis kadar protein kasar dalam bahan makanan secara tidak langsung. Metode ini terdiri dari tiga cara yaitu; proses destruksi, destilasi dan titrasi. Dalam metode kjeldahl nitrogen dalam contoh diubah menjadi ammonium melalui proses digestion dengan asam sulfat pekat yang berisi bahan-bahan lain yang membantu perubahan tersebut. Amonium yang terbentuk didestilasi dengan menambahkan alkali dan NH3 yang terdestilasi ditangkap oleh asam dan ditentukan jumlahnya melalui titrasi. Bahan-bahan yang membantu perubahan N menjadi NH4+ adalah garam-garam biasanya K2SO4,NaSO4, atau H2SO4 yang bertujuan untuk meningkatkan suhu. Selain itu beberapa katalisator seperti selenium, air raksa, paraffin cair digunakan untuk merangsang dan mempercepat oksidasi bahan organik (Sutandi 2006).

Gas kromatografi dapat digunakan untuk menguji penambatan nitrogen. GC adalah suatu teknik untuk memisahkan campuran zat yang mudah menguap dari aliran gas, tempat injeksi, kolom pemisah dan detektor.

Mikrob pelarut fosfat digunakan untuk mengetahui pelarutan P. Uji  efektifitas pelarutan P menggunakan Bray untuk mengetahui jumlah P dan diukur dengan menggunakan spektofotometer untuk mengukur  Media Pikovskaya cair mengandung 2,  yang merupakan bentuk yang sukar larut. Inoklasi yang mengandung bakteri pelarut P akan berwarna keruh, sedangkan control akan tetap jernih. (Anonim, 2009).

Analisis protein dapat dilakukan dengan dua metode, yaitu ; Secara kualitatif terdiri atas ; reaksi Xantoprotein, reaksi Hopkins-Cole, reaksi Millon, reaksi Nitroprusida, dan reaksi Sakaguchi. Secara kuantitatif terdiri dari ; metode Kjeldahl, metode titrasi formol, metode Lowry, metode spektrofotometri visible (Biuret), dan metode spektrofotometri UV.

Analisa Kualitatif

1. Reaksi Xantoprotein
Larutan asam nitrat pekat ditambahkan dengan hati-hati ke dalam larutan protein. Setelah dicampur terjadi endapan putih yang dapat berubah menjadi kuning apabila dipanaskan. Reaksi yang terjadi ialah nitrasi pada inti benzena yang terdapat pada molekul protein. Reaksi ini positif untuk protein yang mengandung tirosin, fenilalanin dan triptofan.
2. Reaksi Hopkins-Cole
Larutan protein yang mengandung triptofan dapat direaksikan dengan pereaksi Hopkins-Cole yang mengandung asam glioksilat. Pereaksi ini dibuat dari asam oksalat dengan serbuk magnesium dalam air. Setelah dicampur dengan pereaksi Hopkins-Cole, asam sulfat dituangkan perlahan-lahan sehingga membentuk lapisan di bawah larutan protein. Beberapa saat kemudian akan terjadi cincin ungu pada batas antara kedua lapisan tersebut.
3. Reaksi Millon
Pereaksi Millon adalah larutan merkuro dan merkuri nitrat dalam asam nitrat. Apabila pereaksi ini ditambahkan pada larutan protein, akan menghasilkan endapan putih yang dapat berubah menjadi merah oleh pemanasan. Pada dasarnya reaksi ini positif untuk fenol-fenol, karena terbentuknya senyawa merkuri dengan gugus hidroksifenil yang berwarna.
4. Reaksi Natriumnitroprusida
Natriumnitroprusida dalam larutan amoniak akan menghasilkan warna merah dengan protein yang mempunyai gugus –SH bebas. Jadi protein yang mengandung sistein dapat memberikan hasil positif.
5. Reaksi Sakaguchi
Pereaksi yang digunakan ialah naftol dan natriumhipobromit. Pada dasarnya reaksi ini memberikan hasil positif apabila ada gugus guanidin. Jadi arginin atau protein yang mengandung arginin dapat menghasilkan warna merah.
6. Metode Biuret
Larutan protein dibuat alkalis dengan NaOH kemudian ditambahkan larutan CuSO4 encer. Uji ini untuk menunjukkan adanya senyawasenyawa yang mengandung gugus amida asam yang berada bersama gugus amida yang lain. Uji ini memberikan reaksi positif yaitu ditandai dengan timbulnya warna merah violet atau biru violet.

Analisa Kuantitatif

Analisis protein dapat digolongkan menjadi dua metode, yaitu: Metode konvensional, yaitu metode Kjeldahl (terdiri dari destruksi, destilasi, titrasi), titrasi formol. Digunakan untuk protein tidak terlarut.
Metode modern, yaitu metode Lowry, metode spektrofotometri visible, metode spektrofotometri UV. Digunakan untuk protein terlarut.

1. Metode Kjeldahl

Metode Kjeldahl, merupakan metode sederhana untuk penetapan nitrogen total pada asam amino, protein, dan senyawa yang mengandung nitrogen. Sampel didestruksi dengan asam pekat ( asam sulfat ), dan dikatalis dengan katalisator yang sesuai sehingga menghasilkan ammonium sulfat. Setelah pembebasan dengan alkali kuat, ammonia yang terbentuk disuling uap secara kuantitatif ke dalam larutan penyerap dan ditetapkan secara titrasi. Metode ini telah banyak dimodifikasi, dan sangat cocok dipakai secara semimikro, sebab hanya membutuhkan jumlah sampel, dan pereaksi yang sedikit, dan waktu analisa yang pendek.

Metode Kjeldahl secara sistematik dibagi menjadi tiga tahapan, yaitu digestion (destruksi), dekomposisi nitrogen dalam sampel dengan bantuan larutan asam pekat. Hal ini sesuai dengan tanda, sampel homogen mendidih dalam asam sulfat pekat. Hasil akhirnya adalah, larutan ammonium sulfat. Untuk mempercepat reaksi atau proses destruksi ini, ditambahkan katalisator seperti selenium. Fungsi selenium adalah untuk menaikkan titik didih asam sulfat, sehingga destruksi berjalan dengan cepat. Yang kedua adalah tahap destilasi, dengan menambahkan basa berlebih pada campuran  acid digestion untuk mengkonveksi NH4+ ke NH3, diikuti dengan mendidihkan dan mengkondensasi gas NH3 ke larutan penerima (asam borat dalam jumlah berlebih).Proses yang terakhir adalah titrasi, apabila penampung destilat menggunakan asam klorida, maka sisa asam klorida akan bereaksi dengan ammonia dititrasi dengan NaOH dan ditandai dengan perubahan warna larutan menjadi merah muda. Namun dalam praktikum ini, destilatnya menggunakan asam borat, sehingga dititrasi dengan Hcl, sehingga banyaknya asam borat yang bereaksi dengan ammonia dapat diketahui. Akhir titrasi ditandai dengan perubahan warna larutan dari hijau menjadi merah muda.

Mikrob yang menambat N2 hidup bebas, salah satunya adalah Azospirillum sp. Bakteri ini adalah mikrob yang bersifat mikroaerofilik, dan terdapat biasanya di daerah rhiziosfer, sebab bakteri tersebut memerlukan eksudat dari tanaman. Azospirillum berasal dari kata Azote yang berarti nitrogen ( Perancis) dan spirillum yang berarti spiral. Dengan demikian Azospirillum berarti spiral nitrogen kecil. Keuntungannya adalah mampu mengikat N2 bebas dari udara, dan menjadi tersedia bagi tanaman, melindungi tanaman dari patogen, menstimulir pertumbuhan tanaman melalui produksi auksin, hormone dan vitamin serta zat pengatur tumbuh.

Dari hasil praktikum, ditunjukkan bahwakadar N pada sampel satu sampai enam berturut-turut adalah , 0,0168 %, 5,6. %, 8,4. %, 8,4. %, -2,8. %, dan 2,8. %. Berdasarkan Sutanto (2002), penambatan N berkisar antara 12 sampai 36 mg dalam satu gram substrat.

Azospirillum sp membutuhkan kondisi lingkunagn mikroaerofilik dalam fiksasi nitrogen molecular tetapi dapat tumbuh cepat pada medium yang mengandung ammonium tanpa memfiksasi nitrogen. Berdasarkan hasil, terdapat kadar N sebesar -2,8. %, disebabkan olehketelitian praktikan yang kurang saat mentitrasi sehingga terjadi kesalahan dalam perhitungan.

Pada praktikum ini metode yang dipakai adalah metode Gas Chromatography, namun kendala yang dihadapi adalah penggunaan kromatografi gas tidak dilakukan karena kerusakan alat tersebut, sehingga metode Kjeldahl yang digunakan.

 

Metode ini merupakan metode yang sederhana untuk penetapan nitrogen total pada asam amino, protein, dan senyawa yang mengandung nitrogen. Sampel didestruksi dengan asam sulfat dan dikatalisis dengan katalisator yang sesuai sehingga akan menghasilkan amonium sulfat. Setelah pembebasan alkali dengan kuat, amonia yang terbentuk disuling uap secara kuantitatif ke dalam larutan penyerap dan ditetapkan secara titrasi.
Penetapan Kadar
Prosedur :
1. Timbang 1 g bahan yang telah dihaluskan, masukkan dalam labu Kjeldahl (kalau kandungan protein tinggi, misal kedelai gunakan bahan kurang dari 1 g).
2. Kemudian ditambahkan 7,5 g kalium sulfat dan 0,35 g raksa (II) oksida dan 15 ml asam sulfat pekat.
3. Panaskan semua bahan dalam labu Kjeldahl dalam lemari asam sampai berhenti berasap dan teruskan pemanasan sampai mendidih dan cairan sudah menjadi jernih. Tambahkan pemanasan kurang lebih 30 menit, matikan pemanasan dan biarkan sampai dingin.
4. Selanjutnya tambahkan 100 ml aquadest dalam labu Kjeldahl yang didinginkan dalam air es dan beberapa lempeng Zn, tambahkan 15 ml larutan kalium sulfat 4% (dalam air) dan akhirnya tambahkan perlahan-lahan larutan natrium hidroksida 50% sebanyak 50 ml yang telah didinginkan dalam lemari es.
5. Pasanglah labu Kjeldahl dengan segera pada alat destilasi. Panaskan labu Kjeldahl perlahan-lahan sampai dua lapis cairan tercampur, kemudian panaskan dengan cepat sampai mendidih.
6. Destilasi ditampung dalam Erlenmeyer yang telah diisi dengan larutan baku asam klorida 0,1N sebanyak 50 ml dan indicator merah metil 0,1% b/v (dalam etanol 95%) sebanyak 5 tetes, ujung pipa kaca destilator dipastikan masuk ke dalam larutan asam klorida 0,1N.
7. Proses destilasi selesai jika destilat yang ditampung lebih kurang 75 ml. Sisa larutan asam klorida 0,1N yang tidak bereaksi dengan destilat dititrasi dengan larutan baku natrium hidroksida 0,1N. Titik akhir titrasi tercapai jika terjadi perubahan warna larutan dari merah menjadi kuning. Lakukan titrasi blanko.

Kadar Protein

Kadar protein dihitung dengan persamaan berikut :
Keterangan :
Fk : faktor koreksi
Fk N : 16
2. Metode Titrasi Formol
Larutan protein dinetralkan dengan basa (NaOH) lalu ditambahkan formalin akan membentuk dimethilol. Dengan terbentuknya dimethilol ini berarti gugus aminonya sudah terikat dan tidak akan mempengaruhi reaksi antara asam dengan basa NaOH sehingga akhir titrasi dapat diakhiri dengan tepat. Indikator yang digunakan adalah p.p., akhir titrasi bila tepat terjadi perubahan warna menjadi merah muda yang tidak hilang dalam 30 detik.
3. Metode Lowry
Prosedur :
Pembuatan reagen Lowry A : Merupakan larutan asam fosfotungstat-asam fosfomolibdat dengan perbandingan (1 : 1)
Pembuatan reagen Lowry B :
Campurkan 2% natrium karbonat dalam 100 ml natrium hidroksida 0,1N. Tambahkan ke dalam larutan tersebut 1 ml tembaga (II) sulfat 1% dan 1 ml kalium natrium tartrat 2%.
Penetapan Kadar
a. Pembuatan kurva baku
Siapkan larutan bovin serum albumin dengan konsentrasi 300 µg/ml (Li). Buat seri konsentrasi dalam tabung reaksi, misal dengan komposisi berikut :
Tambahkan ke dalam masing-masing tabung 8 ml reagen Lowry B dan biarkan selama 10 menit, kemudian tambahkan 1 ml reagen Lowry A. Kocok dan biarkan selama 20 menit. Baca absorbansinya pada panjang gelombang 600 nm tehadap blanko. (Sebagai blanko adalah tabung reaksi no.1 pada tabel di atas)
b. Penyiapan Sampel
Ambil sejumlah tertentu sampel protein yang terlarut misal albumin, endapkan dahulu dengan penambahan amonium sulfat kristal (jumlahnya tergantung dari jenis proteinnya, kalau perlu sampai mendekati kejenuhan amonium sulfat dalam larutan). Pisahkan protein yang mengendap dengan sentrifus 11.000 rpm selama 10 menit, pisahkan supernatannya. Presipitat yang merupakan proteinnya kemudian dilarutkan kembali dengan dapar asam asetat pH 5 misal sampai 10,0 ml. Ambil volume tertentu dan lakukan penetapan selanjutnya seperti pada kurva baku mulai dari penambahan 8 ml reagen Lowry A sampai seterusnya.
4. Metode Spektrofotometri Visible (Biuret)
Prosedur :
Pembuatan reagen Biuret :
Larutkan 150 mg tembaga (II) sulfat (CuSO4. 5H2O) dan kalium natrium tartrat (KNaC4H4O6. 4H2O) dalam 50 ml aquades dalam labu takar 100 ml. Kemudian tambahkan 30 ml natrium hidroksida 10% sambil dikocok-kocok, selanjutnya tambahkan aquades sampai garis tanda.
Pembuatan larutan induk bovin serum albumin (BSA):
Ditimbang 500 mg bovin serum albumin dilarutkan dalam aquades sampai 10,0 ml sehingga kadar larutan induk 5,0% (Li). Penetapan kadar (Metode Biuret) :
Pembuatan kurva baku :
Dalam kuvet dimasukkan larutan induk, reagen Biuret dan aquades misal dengan komposisi sebagai berikut:
Setelah tepat 10 menit serapan dibaca pada ë 550 nm terhadap blanko yang terdiri dari 800 µL reagen Biuret dan 200 µL aquades.
Cara mempersiapkan sampel :
Ambil sejumlah tertentu sampel protein yang terlarut misal albumin, endapkan dahulu dengan penambahan amonium sulfat kristal (jumlahnya tergantung dari jenis proteinnya, kalau perlu sampai mendekati kejenuhan amonium sulfat dalam larutan). Pisahkan protein yang mengendap dengan sentrifus 11.000 rpm selama 10 menit, pisahkan supernatannya. Presipitat yang merupakan proteinnya kemudian dilarutkan kembali dengan dapar asam asetat pH 5 misal sampai 10,0 ml. Ambil sejumlah µL larutan tersebut secara kuantitatif kemudian tambahkan reagen Biuret dan jika perlu tambah dengan dapar asetat pH 5 untuk pengukuran kuantitatif.
Setelah 10 menit dari penambahan reagen Biuret, baca absorbansinya pada panjang gelombang 550 nm terhadap blanko yang berisi reagen Biuret dan dapar asetat pH 5. Perhatikan adanya faktor pengenceran dan absorban sampel sedapat mungkin harus masuk dalam kisaran absorban kurva baku.
5. Metode Spektrofotometri UV
Asam amino penyusun protein diantaranya adalah triptofan, tirosin dan fenilalanin yang mempunyai gugus aromatik. Triptofan mempunyai absorbsi maksimum pada 280 nm, sedang untuk tirosin mempunyai absorbsi maksimum pada 278 nm. Fenilalanin menyerap sinar kurang kuat dan pada panjang gelombang lebih pendek. Absorpsi sinar pada 280 nm dapat digunakan untuk estimasi konsentrasi protein dalam larutan. Supaya hasilnya lebih teliti perlu dikoreksi kemungkinan adanya asam nukleat dengan pengukuran absorpsi pada 260 nm. Pengukuran pada 260 nm untuk melihat kemungkinan kontaminasi oleh asam nukleat. Rasio absorpsi 280/260 menentukan faktor koreksi yang ada dalam suatu tabel.
Kadar protein mg/ml = A280 x faktor koreksi x pengenceran

DAFTAR PUSTAKA

Anonim. 2008. Protein. (http://www.wikipedia.com) diakses tanggal 12 Oktober 2008.
Sudarmaji, S, dkk. 1989. Analisa Bahan Makanan dan Pertanian. Penerbit Liberty: Yogyakarta.
Page, D.S. 1997. Prinsip-prinsip Biokimia. Erlangga: Jakarta.
Santoso, H. 2008. Protein dan Enzim. (http://www.heruswn.teachnology. com) diakses tanggal 12 Oktober 2008.
Sloane, E. 2004. Anatomi dan Fisiologi untuk Pemula. Penerbit Buku Kedokteran EGC: Jakarta.
Anonim. 2007. Manfaat Protein dalam Kehidupan Sehari-hari. (http://www.blogger.com) diakses tanggal 12 Oktober 2008
Sudjadi, A. dan Rohman. 2004. Analisis Obat dan Makanan cetakan I. Yogyakarta: Yayasan Farmasi Indonesia.
Apriyantono, A. dkk. 1989. Analisis Pangan. Bogor: Departemen Pendidikan dan Kebudayaan Direktorat Jenderal Pendidikan Tinggi Pusat Antar Universitas Pangan dan Gizi IPB.
Poedjiadi, A. 1994. Dasar-Dasar Biokimia. Jakarta: Penerbit UI-Press.
Kamal, M. 1991. Nutrisi Ternak Dasar. Laboratorium Makanan Ternak, Yogyakarta: UGM-Press
http://mgmpkimiasumbar.wordpress.com/2009/02/11/reaksi-analisa-protein/

Amarisi, S. L. and S. R. Oslen, 1973. Liming As Related to Solubility of P and Plant Growth in acid tropical soil. Soil scientist society of America Proceeding 37: 716-721.

Dwijoseputro, D. 2005. Dasar-Dasar Mikrobiologi. Jakarta: Imagraph.

Glick, B. R. 1995.  The Enchanment Of Plant growth by free living bacteria. Canadian Journal Microbiology 41: 109-117.

Handayanto dkk. 2007. Biologi Tanah Landasan Pengelolaan Tanah Sehat. Pustaka Adipura.

Hastuti, R. D. and L. Gunarto. 1992.  Pengaruh Inokulasi Azospirillum strain 202 dan 102 Terhadap Tanaman jagung.  Balittan Bogor 2 : 443-449.

Leiwakabessy. I. F. 2003. Kesuburan Tanah. Jurusan Tanah IPB.

Rao, N. S. S. 1982. Phosphate Selobilization by soil microorganism. In N. S. Rao (ed). Advanced in Agricultural Microbiology. New Delhi : Oxford and IBH Publishing. co